Revisión sobre pullorosis y tifosis aviar; nuevos enfoques para viejos conceptos
Chacana, Pablo A.* y Terzolo, Horacio R.**. 2003. Rev. de
Medicina Veterinaria, 84(1):14-20.
*Lic. en Ciencias Biológicas. Universidad Nacional
de Mar del Plata,
Facultad de
Ciencias Agrarias, Argentina.
**Méd. Vet. Ph.D. Instituto Nacional de Tecnología
Agropecuaria,
Estación
Experimental Agropecuaria de Balcarce, Argentina.
www.produccion-animal.com.ar / www.produccionbovina.com
Volver a: Otras
Producciones > Producción Aviar
Resumen
La pullorosis (P) y la tifosis aviar (TA) son enfermedades bacterianas de
las aves, respectivamente causadas por Salmonella Gallinarum
biovariedades pullorum y gallinarum. Han sido erradicadas de los
criaderos industriales de varios países desarrollados pero aún subsisten en
explotaciones comerciales de Latinoamérica. Se transmiten por vía horizontal y
vertical. La mortalidad puede ser alta durante las primeras dos semanas de vida
y en gallinas ponedoras. Se difunde por vectores animados e inanimados. Las
aves manifiestan depresión, anorexia, deshidratación, dificultad respiratoria y
diarrea. El hígado, bazo, corazón, pulmones, órganos reproductores y aparato
digestivo suelen estar aumentados de tamaño, congestivos o presentar nódulos.
El diagnóstico serológico se realiza mediante antígeno pullorum, aglutinación
en tubo o portaobjetos, microaglutinación y ELISA. Los órganos de elección para
el cultivo bacteriano son el hígado, bazo y contenidos de ciego y saco
vitelino. En aves muertas el cultivo de la médula ósea del tarso evita la
contaminación de los cultivos. En casos agudos es adecuado el cultivo directo,
mientras que en los crónicos lo es el enriquecimiento selectivo de órganos de
la reproducción y articulaciones. La identificación bacteriana puede llevarse a
cabo mediante bacteriología clásica o PCR. En Latinoamérica comúnmente se
vacuna con la cepa viva atenuada y rugosa 9R. Las vacunas atenuadas de S.
Enteritidis también protegen a las aves contra S. Gallinarum. La
exclusión competitiva previene estas enfermedades en pollitos recién
eclosionados. La erradicación de la TA y P se ha logrado con la aplicación de
programas de manejo adecuados que contemplen el control de los planteles para
evitar la infección vertical.
Palabras clave: Tifosis aviaria, pullorosis, Salmonella Gallinarum,
pollos, revisión.
Summary
Pullorosis (P) and Fowl Typhosis (FT) are bacterial
diseases of poultry, respectively caused by Salmonella Gallinarum
biovars pullorum and gallinarum. Both diseases have been
eradicated from industrial poultry farms in some developed countries although
they still subsist in commercial farms of Latin America. They are horizontally
and vertically transmitted. Mortality may be high during the first two weeks of
life and in laying hens. Living vectors or inanimate ones spread infection.
Chickens show depression, anorexia, dehydration, difficult breathing, and
diarrhoea. Liver, spleen, heart, lungs, reproductive organs and digestive
apparatus are usually increased of size, congestive or may contain nodules.
Serologic tests are pullorum antigen tube or slide agglutination rapid
serology, micro-agglutination and ELISA. The organs of choice for bacteriology
are liver, spleen, and contents of caecum and vitelline sack. Tarsal bone
marrow is appropriate to avoid contamination of cultures in dead chickens. In acute
cases direct cultivation is enough whereas, in chronic ones, previous selective
enrichment is highly recommended. Classical bacteriology or PCR can achieve
bacterial identification. In Latin America vaccination is almost carried out
using 9R live rough attenuated strain. Live attenuated vaccines of S.
Enteritidis also protect against S. Gallinarum. Competitive
exclusion can also prevent these diseases in recently hatched chickens.
Eradication of FT and P has been achieved throughout practice of adequate
rearing programs, which take in account the control this disease in breeder
flocks to avoid vertical spreading of infection.
Key words: Avian typhosis, pullorosis, Salmonella
Gallinarum, chickens, review.
Introducción
La pullorosis (P) y la tifosis aviar (TA) son
enfermedades específicas de las aves causadas por dos biovariedades de Salmonella
Gallinarum biovariedad pullorum (S. pullorum) y biovariedad
gallinarum (S. gallinarum), respectivamente. Ambos microorganismos
presentan una estructura antigénica similar (pertenecen al mismo serotipo) pero
pueden diferenciarse mediante pruebas bioquímicas, tipificación electroforética
y estudios de ésteres ácidos metilados de célula entera (23).
Estas bacterias se encuentran sumamente adaptadas al
huésped y no causan enfermedad a otras especies animales distintas de las aves.
Ambas enfermedades son típicas de los pollos, pavos y faisanes, si bien ciertas
aves silvestres también pueden infectarse. Esta característica es relevante en
la epidemiología ya que estas últimas pueden funcionar como reservorio natural
de los agentes.
La P afecta fundamentalmente a los pollitos recién
nacidos mientras que las aves en crecimiento son más susceptibles a la TA. De
cualquier manera, la sintomatología de ambas enfermedades es muy similar en los
pollitos BB y por lo tanto es necesario realizar la biotipificación del agente
etiológico para lograr el diagnóstico correcto.
Incidencia y
distribución
Tanto la TA como la P se encuentran mundialmente distribuidas. Los países
que han aplicado estrictos planes de control han logrado erradicar a estas
enfermedades de las explotaciones industriales, aunque en algunos casos se
detectan estas bacterias en poblaciones de aves silvestres o domésticas criadas
en pequeños establecimientos de campo. Canadá, EE.UU., Australia y varios
países europeos han controlado la incidencia de la P y TA en los criaderos
industriales, mientras que Méjico, América Central y Sudamérica, Asia y África
aún presentan infecciones en sus granjas avícolas (22,27).
Morbilidad y
mortalidad
La morbilidad y mortalidad debidas a la P y la TA dependen de distintas
variables: edad y estado nutricional de las aves, manejo de los lotes e
infecciones concurrentes. Las mayores tasas de mortalidad, que en algunos casos
pueden llegar al 100%, se han registrado en pollitos de alrededor de dos
semanas de vida, con una rápida disminución luego de las tres o cuatro semanas
de edad. El estrés causado por el transporte de los animales es un importante
factor que aumenta la mortalidad de los pollitos. Puede registrarse una alta
mortalidad en gallinas ponedoras no inmunes, pues son muy susceptibles debido
al estrés que implica la intensa producción de huevos.
Las pérdidas económicas causadas por P y TA pueden ser muy altas, no sólo
por la pérdida de animales debido a la mortalidad, sino también por los costos
veterinarios involucrados, eliminación de las aves muertas, saneamiento de las
instalaciones infectadas, etc. (26). En los países donde estas
enfermedades han sido erradicadas, los costos provocados por la P y TA se deben
principalmente a los fondos destinados a los planes de monitoreo.
Etiología
Salmonella gallinarum y S. pullorum pertenecen a la especie S.
enterica, que se clasifica dentro del grupo de la familia Enterobacteriaceae.
Son bacilos que miden entre 1 y 2,5 μ de longitud, Gram negativos y
anaeróbicos facultativos. A diferencia del resto de las salmonelas son siempre
inmóviles, siendo ésta una de las características diferenciales en el momento
del diagnóstico. Sin embargo se debe tener en cuenta que en las aves también
pueden detectarse otras cepas inmóviles de Salmonella spp., como por
ejemplo aquellas del grupo somático 4, 5, 12 (22). Ambas biovariedades
pertenecen al Grupo serológico D y presentan idéntica estructura antigénica (1,
9, 12: -), razón por la que no pueden diferenciarse entre sí mediante pruebas
serológicas.
Transmisión
Salmonella Gallinarum se transmite rápidamente mediante el contagio
horizontal. La ingesta de heces infectadas por pollos sanos es la vía más directa
de infección, permitiendo una rápida propagación de la enfermedad. Por otro
lado, el canibalismo en los planteles afectados puede ser también un factor
importante en la difusión de la enfermedad (17). A pesar de que la tasa
de transmisión vertical cumple un papel significativo en la epidemiología de la
enfermedad, la presencia de la bacteria en huevos provenientes de gallinas
infectadas es relativamente baja. Se ha encontrado que sólo alrededor de un 3%
de los huevos puestos por gallinas infectadas transportaban la bacteria. Sin
embargo, este bajo porcentaje es suficiente para difundir la enfermedad, dado
que los pollitos eclosionados a partir de huevos infectados actúan como
vectores y multiplicadores de la enfermedad. Los pollitos así infectados difunden
la enfermedad en los distintos lotes de la planta de incubación y
posteriormente también entre diversos establecimientos avícolas que
comercializan a estas aves (22).
La Figura 1 resume el ciclo de transmisión de la bacteria.
Figura 1.- Ciclo de transmisión de Salmonella Gallinarum en
la producción avícola.
Pueden actuar como vectores mecánicos de la enfermedad tanto los insectos,
roedores y aves silvestres como otros animales y el ser humano. Por esta razón
deben tomarse las precauciones sanitarias necesarias para minimizar la
transmisión. Se recomienda la crianza de animales en establecimientos avícolas
aislados. Dentro de cada establecimiento deben utilizarse ropa de trabajo y
botas de uso exclusivo para el mismo. El personal que concurra a distintos
establecimientos avícolas deberá higienizarse al entrar y al salir de cada
granja. Los vehículos que ingresan y egresan a los establecimientos deben ser
desinfectados correctamente. El estricto cumplimiento de estas medidas
disminuye el riesgo de propagación de la bacteria entre diferentes granjas (26,22).
Sintomatología
Es muy similar en ambas enfermedades. Las aves pueden manifestar depresión,
somnolencia, anorexia, alas caídas, deshidratación, respiración dificultosa,
diarrea, debilidad y adherencia de las heces a la cloaca. Las aves tienden a
agruparse. Los síntomas generalmente se manifiestan después del 7º día
post-infección. En el caso de la pullorosis los pollitos pueden presentar
retraso del crecimiento, que se hace muy notorio en las líneas de pollos
parrilleros pues presentan un crecimiento rápido. La disminución de la tasa de
crecimiento estaría relacionada a deficiencias en la absorción intestinal de
nutrientes. En pollitos BB es característico observar concreciones de materia
fecal deshidratada adherida a la cloaca que, al impedir la defecación, producen
una notable dilatación abdominal. Los pollitos afectados suelen presentar el
vientre hinchado lo que dificulta o incluso impide su movilidad.
Lesiones macroscópicas
Tifosis Aviar
Si bien en los estadios avanzados la enfermedad es septicémica, los órganos
más afectados son el hígado, bazo y corazón. En los casos agudos de la
enfermedad, el hígado aparece agrandado y congestivo. Puede ocluirse el
conducto colédoco lo cual produce extravasación biliar. Cuando la enfermedad es
crónica, pueden aparecer folículos necróticos, que se ven como manchas verdosas
o blanquecinas en la superficie del órgano. A medida que evoluciona la
enfermedad, estas manchas verdosas pueden ocupar todo el parénquima. Incluso en
estas condiciones la bacteria sigue proliferando en el tejido hepático, dada su
capacidad de desarrollo en medios con elevada concentración de sales biliares.
Además, se observa esplenomegalia con máculas puntiformes blancas en la
superficie del órgano. El corazón se ve especialmente afectado en los estadios
crónicos de la enfermedad. Típicamente, presenta nódulos blanquecinos en las
regiones pericárdicas y miocárdicas que incluso pueden deformar al órgano. Los
pulmones pueden presentar una ligera congestión, presentando focos necróticos
en sus caras costales y dorsales.
Los órganos reproductivos también son afectados en los estadios crónicos.
En los ovarios pueden encontrarse lesiones tales como pequeños nódulos ó
folículos ováricos regresivos. En las gallinas portadoras crónicas generalmente
aparecen algunos pocos óvulos císticos deformados y decolorados, que se
encuentran entre otros de apariencia normal. Usualmente, la luz del oviducto
contiene exudados caseosos. En algunos casos puede observarse salpingitis,
siendo frecuente el hallazgo de huevos en la cavidad abdominal. En los machos,
los testículos pueden contener folículos o nódulos blancos (17,21,22,26).
Pullorosis
En los pollitos infectados por S. pullorum, el saco vitelino se
observa deformado y anguloso. Típicamente presenta contenido coagulado de
aspecto caseoso, producto de la incompleta reabsorción del vitelo. En las
formas agudas, los vitelos aparecen congestivos mientras que en los estadios
crónicos presenta una coloración pálida. La presión ejercida por el saco
vitelino sobre la cloaca junto a las citadas concreciones fecales alrededor de
la misma puede impedir la evacuación de las heces. Los intestinos así dilatados
y el aumento de tamaño del hígado y bazo producen una importante aumento del
tamaño del abdomen (21).
Lesiones
microscópicas
En general los órganos más afectados en ambas enfermedades son el hígado,
corazón y bazo. Dependiendo de la gravedad de la enfermedad, pueden encontrarse
distintos tipos de lesiones.
Cuadro agudo
En los casos sobreagudos, generalmente se observa congestión de varios
órganos, especialmente el hígado y el bazo. En los cuadros agudos y subagudos,
el hígado es el órgano más afectado. La lesión típica es la necrosis de los
hepatocitos. En estos casos se observa infiltración de células inflamatorias
provenientes de diferentes poblaciones: heterófilos, macrófagos y linfocitos y
células plasmáticas. La cápsula de Glisson también puede verse afectada.
Generalmente se presentan exudados fibrinosos, mezclados con heterófilos y
células plasmáticas.
Cuadro crónico
Las lesiones encontradas en los casos crónicos difieren significativamente
de las que se observan en los casos agudos. Los órganos más afectados son el
corazón, hígado, bazo, riñones y órganos reproductivos. Inicialmente en los
casos crónicos prolongados se observa degeneración los hepatocitos localizados
alrededor de las venas centro-lobulillares y posteriormente, a medida que la
lesión progresa, el tejido parenquimatoso es reemplazado por tejido conectivo
produciéndose una fibrosis intersticial. Cuando la enfermedad avanza aparecen
infiltraciones de células del sistema fagocítico mononuclear que
macroscópicamente se evidencian como manchas blanquecinas dispersas en la
superficie del órgano (17).
Las lesiones del corazón se caracterizan por la aparición de extensos focos
localizados de necrosis de las miofibras con la infiltración de heterófilos
junto a algunos linfocitos y células plasmáticas. En los estadios avanzados,
estas células pueden ser reemplazadas por un alto número de células
mononucleares de tipo histiocítico con núcleos vesiculares e irregulares y
citoplasma débilmente eosinófilo. Estas células se disponen en forma de sólidas
capas, formando nódulos que generalmente hacen protrusión desde la superficie
epicárdica lo cual provoca la aparición de nódulos semejantes a tumores y que,
por lo tanto, se confunden fácilmente con los causados por la enfermedad de
Marek (26).
Los ciegos pueden contener restos necróticos dentro del lumen que macroscópicamente se evidencian como masas de aspecto caseoso. La mucosa puede presentar necrosis con infiltración de heterófilos en la lámina propia. En los estadios avanzados los heterófilos pueden ser reemplazados por linfocitos, macrófagos y células plasmáticas que pueden infiltrarse hasta la capa muscular de la mucosa y los tejidos musculares subyacentes. En los machos puede observarse atrofia testicular, con engrosamiento de la túnica albumígea y obliteración de los conductos seminales; en algunos casos, múltiples abscesos y zonas de infiltración de células redondas. En el saco vitelino es común encontrar inflamación fibrinosupurativa y piogranulomatosa, asociadas con una alta carga bacteriana (21,22).
Diagnóstico
Serología
Se han utilizado varias pruebas serológicas para la detección de la TA y P
en aves reproductoras. En las granjas la prueba de elección es el antígeno
“pullorum” teñido que directamente se usa con una gota de sangre completa
(ATSC) y en el laboratorio se pueden utilizar la prueba serológica rápida (SR)
en portaobjetos, la aglutinación en tubo (AT), la prueba de micro-aglutinación
utilizando antígenos teñidos con tetrazolium o verde brillante o equipos de
ELISA para la detección de Salmonella spp. del grupo somático 1, 9, 12.
El monitoreo serológico utilizando el ATSC es muy importante para el control y erradicación de la TA y la P. De esta manera, los reactores positivos pueden ser periódicamente removidos de las granjas, evitando la propagación de la enfermedad al resto de los lotes u otros establecimientos avícolas. El ATSC se ha usado durante mucho tiempo para detectar a los reactores positivos. Esta prueba puede realizarse directamente en las granjas, ya que es muy sencilla y consiste en extraer una gota de sangre por punción de la vena alar enfrentándola inmediatamente, sobre una placa de vidrio, con la solución del antígeno pullorum coloreado. Se deben emplear cepas pleniantigénicas, que presenten alto poder aglutinante (1,12).
El antígeno utilizado en esta prueba serológica puede presentar reacción
cruzada con anticuerpos producidos contra otras bacterias distintas a S.
gallinarum ó S. pullorum, que resulta en la aparición de falsos
positivos. Estas bacterias pueden ser otras serovariedades de salmonelas, otras
enterobacterias como Escherichia coli29 e incluso otras bacterias menos
relacionadas como Staphylococcus epidermidis. El aumento en la
incidencia de S. Enteritidis durante los últimos 20 años ha provocado
que gran parte de los reactores positivos en la prueba ATSC en realidad no se
encuentren infectados con tifosis ó pullorosis (12).
Bacteriología
Los órganos de elección para el aislamiento de S. pullorum o S.
gallinarum son el hígado, bazo y contenido de ciegos. Las muestras de
materia fecal pueden contener con frecuencia salmonelas de este grupo pero
existen casos de enfermedad septicémica aguda en los cuales no existe excreción
fecal durante ciertos períodos de la enfermedad. En pollitos jóvenes es
esencial la toma de muestras del saco vitelino. En aves con enfermedad crónica
las muestras de elección son óvulos afectados, testículos o el contenido de
articulaciones afectadas. Cuando la enfermedad es aguda, la bacteria puede
aislarse fácilmente a partir del cultivo directo mediante improntas de órganos
en placas de agar. En aves con septicemia la bacteria puede aislarse también de
la médula ósea del tarsometatarso, siendo esta técnica ideal para examinar aves
que se encuentran muertas en los galpones y cuyos órganos están contaminados. Cuando
se trata de pollitos BB ó aves adultas con enfermedad crónica el número de
bacterias suele ser muy bajo, siendo entonces recomendable cultivar previamente
las muestras en caldos de enriquecimiento selectivo.
Las colonias de S. Gallinarum son más pequeñas que las del resto de
las salmonelas. Esta bacteria crece bien en medios generales para
enterobacterias como agar MacConkey, Verde Brillante y también en medios más
selectivos y diferenciales para salmonelas como agar Salmonella-Shigella (SS) o
agar Xilosa Lisina Deoxicolato (XLD) ó agar Rambach. En general se observa un
buen desarrollo a las 24 horas cuando las placas se incuban a
Una vez seleccionadas las colonias bacterianas con características diferenciales del género Salmonella, se procede a su biotipificación. La prueba de movilidad permite diferenciar a S. Gallinarum del resto de las salmonelas ya que estos dos biovariedades son inmóviles mientras que las demás salmonelas generalmente poseen flagelos. Además de las pruebas culturales y bioquímicas generales comunes a todas las salmonelas deben realizarse pruebas específicas que permiten distinguir ambas biovariedades. Es posible establecer su diferenciación rápida en los laboratorios de diagnóstico mediante las pruebas de acidificación del tartrato de Jordan, fermentación del dulcitol y descarboxilación de la ornitina (11) (ver Tabla 1). Además es posible enviar las cepas a laboratorios de investigación especializados que realizan perfiles plasmídicos pues se demostró que todas las cepas patógenas de campo portan un plásmido de virulencia de 85KD, perteneciendo la mayoría de las cepas de S. gallinarum al perfil A y unas pocas al B, mientras que todas las cepas de S. pullorum portan el plásmido C (7,8).
Tabla 1. Pruebas bioquímicas que
permiten la diferenciación entre Salmonella gallinarum y S.
pullorum
|
Prueba |
Salmonella gallinarum |
Salmonella pullorum |
|
Glucosa |
Fermenta sin gas |
Fermenta con gas |
|
Manitol |
Fermenta sin gas |
Fermenta con gas |
|
Maltosa |
Fermenta sin gas |
Usualmente no fermenta |
|
Dulcitol |
Fermenta sin gas |
No fermenta |
|
Ornitina |
No fermenta |
Fermenta |
|
Tartrato de Jordans |
Fermenta |
No fermenta |
Diagnóstico
mediante biología molecular
Las investigaciones destinadas al diagnóstico bacteriológico mediante
técnicas moleculares se han multiplicado en los últimos diez años. Estas
técnicas, basadas en la amplificación del DNA mediante PCR (Reacción en cadena
de la polimerasa) han tenido un impacto revolucionario debido a la precisión y
rapidez en la obtención del resultado y el empleo de una muestra mínima.
El grupo de las salmonelas es muy diverso. Hasta el momento se han
identificado más de 2200 serovariedades diferentes, clasificadas dentro de tres
grandes grupos serológicos, dependiendo de los antígenos somáticos y flagelares
que presenten. La determinación de las serovariedades generalmente se realiza
utilizando técnicas serológicas (especialmente aglutinación con los distintos
sueros específicos). En la actualidad, gracias al gran desarrollo de distintas
técnicas en el campo de la biología molecular, es posible el diagnóstico y la
identificación de distintos aislamientos de Salmonella mediante PCR.
La utilización de estas técnicas moleculares permite el diagnóstico rápido
y preciso de los aislamientos. Desde la llegada de la muestra al laboratorio,
el diagnóstico tradicional de las salmonelas que combina bacteriología y
serología requiere un mínimo de tres días para el aislamiento de la bacteria y
su identificación mediante pruebas bioquímicas. Una vez que el aislamiento ha
sido determinado bioquímicamente como S. enterica, es necesaria su
identificación serológica.
Por el contrario, la identificación de las salmonelas mediante técnicas de
biología molecular demanda menos tiempo. Si bien el tiempo necesario para el
diagnóstico puede variar según la metodología utilizada, en general puede
realizarse en 24 horas a partir de la llegada de la muestra al laboratorio
Dado el cercano parentesco filogenético entre las distintas serovariedades,
el patrón genético es muy similar entre ellas. Por lo tanto, es imprescindible
la correcta elección de “primers” y protocolos que permitan una correcta
distinción entre las diferentes serovariedades. Algunos investigadores han
estudiado este problema, obteniendo distintos resultados. Existen algunos genes
que se encuentran específicamente en el genoma de las salmonelas y no están
presentes en otras bacterias emparentadas. Los genes invA y spvC
confieren a las salmonelas la capacidad de invadir células. Hasta el momento se
sabe que al menos cinco serovariedades de salmonelas lo presentan: Typhimurium,
Choleraesuis, Dublin, Enteritidis y Gallinarum15,16.
Chiu y Ou lograron una metodología basada en la amplificación de estos genes
que permite el diagnóstico de estas salmonelas. Esta prueba resultó ser específica
ya que cuando se aplicó sobre otras bacterias emparentadas (Escherichia
coli, Citrobacter diversus, Shigella flexnei y Proteus
mirabilis, entre otras), en ninguno de los casos el gen fue amplificado.
Cuando se comparó con el diagnóstico tradicional (cultivo y aislamiento de la
bacteria) la prueba de PCR resultó ser más eficaz, ya que mediante este método
se pudo detectar el 95% de las muestras positivas, mientras que el método
tradicional sólo se logró detectar al 60% de las mismas (6).
Bäumler et al. lograron la diferenciación mediante PCR de 51
serotipos distintos de salmonellas (S. Gallinarum entre ellos) mediante
la amplificación del gen iroB presente en todas las salmonelas y ausente en las
bacterias que comparten el mismo nicho ecológico4. Este método se basó en
un enriquecimiento de las muestras en caldo peptonado adicionado con
“ferrioxamina E” previo a la amplificación por PCR. Mediante esta técnica, el
diagnóstico sería posible en 24 horas.
Aún no se han estudiado ni desarrollado pruebas de PCR que permitan
específicamente la diferenciación de S. Gallinarum serovariedades gallinarum
y pullorum. Las futuras investigaciones en este campo permitirán mejorar
y agilizar el diagnóstico diferencial de estas enfermedades, lo que seguramente
contribuirá al control y erradicación de las mismas.
Vacunación
Si bien experimentalmente se han evaluado distintas vacunas vivas e
inactivadas para el control de la TA, en Argentina y en varios países de
Latinoamérica sólo ha tenido uso generalizado la vacuna viva basada en la cepa
9R30, que es la única aprobada por las autoridades sanitarias para la
prevención de la TA en gallinas ponedoras. Con esta vacuna se ha demostrado que
el empleo combinado de las vías oral e inyectable brinda protección más
completa. También se efectuaron ensayos con otras cepas atenuadas de S. gallinarum (3,14), pero las mismas no
demostraron ser mejores que la cepa 9R. Por otro lado, las vacunas inactivadas,
utilizando células enteras, no tienen uso generalizado por su poca efectividad.
Sin embargo, experimentalmente se ha demostrado que si se usan las proteínas
purificadas de la membrana externa de S. gallinarum, existe una mayor
exclusión de las salmonelas patógenas de los órganos internos que cuando se
emplea la cepa 9R (5).
Actualmente, uno de los problemas cruciales de la avicultura mundial es el control de la paratifosis debida a S. Enteritidis, sobre todo debido a la importancia que ha adquirido esta zoonosis. Si bien originalmente se ha descripto que la cepa 9R ofrece cierto grado de protección cruzada contra S. Enteritidis (30), en las granjas la misma resulta insuficiente para impedir la difusión de esta paratifosis (24,25). Por ello se han desarrollado investigaciones para la búsqueda de cepas atenuadas de S. Enteritidis que específicamente puedan controlar a esta paratifosis (18). Estas vacunas han resultado ser tan efectivas en algunos países de Europa puesto que su aplicación es obligatoria en granjas de gallinas ponedoras. En países como la Argentina, donde comúnmente coexisten ambas enfermedades, lo ideal sería disponer de una vacuna que en forma simultánea pueda controlar a ambas enfermedades. Al respecto se están realizando en el INTA de Balcarce una serie de ensayos en aves libres de Salmonella que fueron vacunadas con una cepa atenuada de S. Enteritidis y posteriormente desafiadas con S. gallinarum en distintos momentos de su ciclo productivo; estos resultados han sido muy promisorios (datos no publicados) e indicarían que la futura introducción de estas cepas podría mejorar sensiblemente el control de la TA y al mismo tiempo disminuir la incidencia de S. Enteritidis en las aves e indirectamente en el ser humano. Estos resultados estarían también avalados por otros trabajos experimentales que han demostrado que la administración experimental de linfoquinas inducidas por S. Enteritidis a pollos parrilleros jóvenes reducen significativamente la transmisión horizontal de S. gallinarum (19).
Exclusión
competitiva
En los sistemas de producción actuales, los pollitos nacen en plantas de
incubación muy higiénicas y separados de sus progenitores, por lo que no
adquieren la flora protectora de la gallina como lo harían naturalmente cuando
picotean las heces de la madre apenas nacen, quedando desprotegidos frente a
infecciones entéricas. El sistema artificial de crianza torna mucho más
susceptible al pollito recién nacido, el que puede infectarse en ese estadio
con una célula de Salmonella, y esa contaminación se difunde rápidamente
al no presentar la competencia de la flora bacteriana. Así, las salmonelas
provenientes de un solo pollito pueden contagiar a sus congéneres en la planta
de incubación o en la caja durante el transporte y luego esa infección
transmitirse a la granja. De este modo, la población avícola puede adquirir un
estado de infección crónica constituyendo una fuente permanente de transmisión
del agente etiológico.
Se ha demostrado que administrando a pollitos recién eclosionados cultivos
anaerobios no definidos, obtenidos de contenido cecal de aves adultas, se logra
protección frente a desafíos con salmonelas (20,28). Lamentablemente, estos
tratamientos no permiten conocer cuáles son las bacterias que ejercen tal
protección e, involuntariamente, se puede favorecer la transmisión de agentes
infecciosos no detectados aún cuando se utilicen heces provenientes de aves
libres de patógenos específicos (SPF). Esto explica por qué este tipo de
tratamiento no está aprobado en muchos países. Si bien ya existen varios
productos comerciales, las nuevas investigaciones respecto a este tema tienen
el objetivo común de usar bacterias totalmente identificadas y seleccionadas
por sus propiedades beneficiosas.
Las bacterias lácticas y microorganismos relacionados desempeñan un papel
fundamental en el equilibrio de la microflora intestinal a través de mecanismos
de exclusión competitiva. Aproximadamente todas las fórmulas probióticas,
diseñadas para aves y disponibles en el mercado contienen lactobacilos (Lacobacillus
casei, L. acidophilus, L. salivarius, L. plantarum, L.
helveticus), lactococos (L. lactis) y/o enterococos (Enterococcus
faecium, E. faecalis) (13). Muy pocas poseen
bifidobacterias aunque existe una tendencia, cada vez mayor, a incorporarlas.
Otros géneros considerados protectores son: Veillonella, Bacteroides,
Escherichia, Eubacterium, Propionibacterium, Peptostreptococcus,
Clostridium y también la levadura Saccharomyces boulardii.
En su constitución pueden participar desde una única cepa bacteriana hasta
ocho, pertenecientes o no a la misma especie o género (2).
Se ha demostrado que tratamientos in ovo a los 18 días de incubación
no afectan a los embriones, siendo más efectivos cuando además se complementan
con aspersión en el momento en que los pollitos realizan el picaje de los
huevos en la nacedora. Entre las bacterias más promisorias para este uso se
encuentran ciertas cepas de L. reuteri (8). La administración de estos microorganismos puede
continuarse a lo largo de la vida del animal a través del alimento o agua de
bebida. Estos tratamientos no sólo son efectivos para prevenir la colonización
de salmonelas sino también pueden impedir la colonización de otras bacterias
patógenas como Campylobacter spp. termofílicos o Listeria spp.
entre otros.
Tratamiento
El tratamiento con drogas antibióticas debe ser la última opción, ya que
siempre se debe intentar la erradicación de la enfermedad mediante el correcto
manejo, la administración de flora normal competitiva y la vacunación. Ninguna
droga o combinación de drogas es capaz de eliminar la infección de los lotes
tratados y debe considerarse que el tratamiento de las aves muchas veces
produce la resistencia a las drogas empleadas. Se ha demostrado la efectividad
de varias sulfonamidas seguida por la administración de nitrofuranos y otros
antibióticos en cuanto a la reducción de la mortalidad debida a la TA y la
pullorosis. Las sulfonamidas que han sido utilizadas en el tratamiento de la TA
y la pullorosis incluyen a la sulfadiazina, sulfamerazina, sulfatiazol,
sulfametazina y sulfaquinoxalina. Estos fármacos, si bien efectivos en la
reducción de la mortalidad debida a estas enfermedades, permiten la
supervivencia de aves infectadas que pasan a ser portadoras, perpetuando así la
infección en las granjas. Otros antibióticos que pueden ser usados para el
control y tratamiento de la TA y pullorosis incluyen a la furaltodona,
furazolidona, cloranfenicol, biomicina, apramicina, gentamicina, y
clorotetraciclina (26).
En general, de acuerdo a nuestra experiencia, el cloranfenicol y las
sulfamidas asociadas a trimetoprima son los antibióticos que menor resistencia
han generado. Sin embargo, actualmente la administración de cloranfenicol a
animales para consumo humano ha sido prohibida y algunas sulfamidas presentan
toxicidad renal para las aves.
Prevención y
métodos de control
En los países desarrollados, la disminución de la incidencia y prevalencia
o bien la erradicación de la TA y la pullorosis de los criaderos
industrializados, ha sido una consecuencia de la aplicación y estricto
cumplimiento de planes de erradicación combinados con programas de manejo
adecuados. Uno de los requerimientos básicos es establecer si los lotes están
libres de S. gallinarum ó S. pullorum, e incubar y criar a la
progenie bajo condiciones que eviten el contacto directo o indirecto con las
aves infectadas. Ya que la transmisión a través del huevo tiene mucha
importancia en la propagación de las dos enfermedades, sólo deben introducirse
en las incubadoras huevos que provengan de lotes libres de TA y P. Los pollos y
pavos son los huéspedes primarios de S. gallinarum y S. pullorum,
y las aves silvestres no son el reservorio principal de la infección. Por lo
tanto es fundamental la erradicación de estas enfermedades de los pavos y
pollos para la erradicación definitiva de la TA y la P en la industria
comercial avícola.
Erradicación
Los planes de erradicación de la TA y P deben basarse en la eliminación de
las aves portadoras, centrando el control en los lotes de aves reproductoras.
Esto sólo es posible mediante el constante monitoreo serológico y
bacteriológico combinados de los reproductores, empleando técnicas
tradicionales u otras más efectivas y rápidas como, por ejemplo ELISA con PCR.
Por este motivo, a las aves reproductoras no se les debería administrar ningún
tipo de vacunas, ya sean vivas o muertas, puesto que las mismas interfieren con
las técnicas serológicas citadas anteriormente. Sin embargo, mediante la
detección de estas salmonelas por bacteriología estándar o bien por PCR, es
posible establecer un diagnóstico certero, aún cuando las aves reproductoras
hayan sido previamente vacunadas. En estos casos puede aumentarse la
sensibilidad del diagnóstico mediante el empleo combinado de técnicas de
enriquecimiento.
Los pasos básicos que deberían seguirse en un plan de erradicación en
nuestro país son los siguientes:
♦
La presencia de TA o P debe ser informada en forma obligatoria al SENASA.
♦
Los lotes de aves reproductoras sospechosas de estar infectadas deben
mantenerse en estricta cuarentena y cuando se demuestre que las aves están
infectadas deben ser eliminadas. Una vez controlada la infección, la futura
comercialización de ese establecimiento afectado debe realizarse bajo estricta
supervisión y control.
♦
La reglamentación de importaciones debe requerir que los cargamentos de
huevos y pollos provengan de fuentes consideradas libres de TA y P. De allí la
importancia de instaurar estas nuevas pruebas de diagnóstico rápidas y
confiables como, por ejemplo aquellas basadas en la biología molecular. Debe
requerirse la total participación de las granjas de incubación y cría en los
programas nacionales de control de la tifosis y pullorosis.
♦
Una vez controlada la enfermedad en las aves reproductoras sería muy
importante realizar monitoreos bacteriológicos tradicionales o moleculares en
granjas de ponedoras y establecer estrictas medidas de cuarentena para evitar
la difusión de esta enfermedad.
A pesar de que los países desarrollados han limitado la presencia y
propagación de la TA y P en los criaderos comerciales, estas enfermedades aún
persisten en las granjas familiares. La separación entre la avicultura
comercial y no comercial no ha sido totalmente efectiva para prevenir la
transmisión de S. gallinarum y S. pullorum entre estas dos
poblaciones de aves, puesto que las pequeñas granjas familiares infectadas
continúan constituyendo una amenaza para la avicultura comercial. Por lo tanto,
aún es necesario el monitoreo continuo de las aves en las explotaciones
comerciales de los países que ya han eliminado estas salmonelosis de las
granjas industriales. En las granjas de aves reproductoras libres de T y P de
los que países en los cuales estas enfermedades siguen siendo endémicas en las
gallinas ponedoras, los controles sanitarios deben ser mucho más estrictos,
evitando el ingreso a las granjas de personal o implementos avícolas
procedentes de otros establecimientos.
Dado el carácter especializado y restringido a las aves de S. Gallinarum,
estas dos enfermedades fueron erradicadas de las granjas industriales mediante
un plan de control que fue implementado con éxito en varios países. Sin
embargo, cuando estos mismos métodos se aplicaron para erradicar a la
paratifosis por S. Enteritidis, bacteria que no reconoce a un huésped
específico, esta enfermedad no pudo ser erradicada. Debido a ello, las
estrategias de lucha tuvieron que ser revisadas y modificadas, estableciéndose
así planes basados en las tradicionales medidas de control e higiene, pero esta
vez conjuntamente asociadas con la aplicación de vacunas vivas de
administración obligatoria en gallinas ponedoras comerciales. En países donde
coexisten la P, TA y paratifosis por S. Enteritidis, lo más adecuado
sería contar con un plan de vacunación dirigido al control de todas estas
salmonelosis en su conjunto.
Bibliografía
1. Anónimo, Manual of standards for diagnostic tests and vaccines. Office
International des Epizooties, pág. 783, 1992.
2. Audisio, M.C., 1999, Tesis
doctoral: Estudio de Bacterias Lácticas con Actividad Antipatógena para el
Diseño de Suplementos Probióticos para Aves, 1-234. Universidad
Nacional de Salta.
3. Barrow, P.A., 1990, Immunity to experimental fowl typhoid in chickens
induced by a virulence plasmid-cured derivative of Salmonella gallinarum.
Infec. Immun., 58: 2283-2288.
4. Bäumler, A. J.; F., Heffron; R; Reissbrodt S, 1997, Rapid Detection of Salmonella
enterica with primers specific for iroB. Journal Of Clinical Microbiology,
35, 5: 1224–1230.
5. Bouzoubaa, K.; Nagaraja, K. V.; Newman, J.A.; Pomeroy, B. S., 1987, Use
of membrane proteins from Salmonella gallinarum for prevention of fowl
typhoid infection in chickens. Avian Diseases, 31: 699-704.
6. Chiu, C.; Ou, J.T, 1996, Rapid identification of Salmonella
serovars in feces by specific detection of virulence genes, invA and spvC, by
an enrichment broth culture-multiplex PCR combination assay. Journal Of
Clinical Microbiology, 34, 10: 2619–2622.
7. Christensen, J.P.; Olsen, J.E.; Bisgaard, M., 1993, Ribotypes of Salmonella
enterica serovar Gallinarum biovars gallinarum and pullorum.
Avian Pathol. 22: 725-738.
8. Christensen, J.P.; Olsen, J.E.; Hansen, H.C.; Bisgaard, M., 1992,
Characterization of Salmonella enterica serovar Gallinarum
biovars gallinarum and pullorum by plasmid profiling and
biochemical analysis. Avian Pathol. 21: 461-470.
9. Edens, F.W.; Parkhurst C.R.; Casas, I.A. ; Dobrogosz, W.J., 1997,
Principles of ex ovo competitive exclusion and in ovo administration of Lactobacillus
reuteri. Poultry Sci. 76: 179-196.
10. Ellis, E. M., Métodos de
Cultivo para la Investigación de Salmonelosis y Arizonosis Animales, Acribia,
España, págs.11-94, 1977.
11. Ewing, W. H., Edwards and Ewing´s identification of Enterobactericeae, 4º
ed., Elsevier Science Publishing Co., New York, págs. 182-245,
1986.
12. Fritzsche, K.; Gerriets, E.,
Enfermedades de las aves, Acribia, España, pg. 466,1962.
13. Fuller, R., 1999, Probiotics for farm animals. pp. 15-22. En: G.W.
Tannock (ed), Probiotics: A critical review. Horizon Scientific Press, England.
14. Griffin, H.G.; Barrow, P.A., 1993, Construction of an ARO A mutant of Salmonella
serotype Gallinarum: its effectiveness in immunization against
experimental fowl typhoid. Vaccine, 11: 457-460.
15. Gulig, P. A.; Danbara, H.; Guiney, D. G.; Lax., A. J.; Norel, F.; Rhen,
M., 1993, Molecular analysis of spv virulence genes of the salmonella
virulence plasmids. Mol. Microbiol., 7, 6: 825-830.
16. Gulig, P. A.; Galdwell, A.L.; Chiodo, V. A, 1992, Identification, genetic
analysis and DNA sequence of a 7.8 kb virulence region of the Salmonella
Typhimurium virulence plasmid. Mol. Microbiol., 6: 1395-1411.
17. Hall, W.J, Tifoidea en la
Gallina, En: Enfermedades de las Aves. (Eds.:
Biester, C.; Schwarte, M.), Uthea, México, págs. 252-275, 1964.
18. Linde, K.; Hahn, Ilka, I.; Vielitz, E., 1997, Development of live Salmonella
vaccines attenuated for chickens. Lohmann Information, 20: 23-31.
19. Lowry, V. K.; Tellez, G. I.; Nisbet, D. J.; García, G.; Urquiza, O.;
Stanker, L. H.; Kogut, M. H., 1999, Efficacy of Salmonella enteritidis-inmune
lymphokines on horizontal transmission of S. arizonae in turkeys and S.
gallinarum in chickens. International Journal of Food Microbiology, 48:
139-148.
20. Nurmi, E.; Rantala, M., 1973, New aspects of Salmonella infection
in broiler production. Nature. 421: 210-211.
21. Polo Jover, F., Enfermedades y
parásitos de las aves domésticas, Publicaciones del Ministerio de Agricultura,
Madrid, págs. 530-548,1968.
22. Pomeroy, B.S.; Nagaraja, K.V., Fowl Typhoid, En: Diseases of poultry,
(Ed.: Calnek, B.W.), 9º ed, Wolfe Publishing Ltd., USA, 1991.
23. Ryll, M.; Bisgaard, M.; Christensen, J. P.; Hinz, K. H., 1996,
Differentiation of Salmonella gallinarum and Salmonella pullorum
by their Whole-Cell Fatty Acid Methyl Ester Profiles. J. Vet.
Med., 43: 357-363.
24. Sandoval, V.E.; Terzolo, H.R.;
Moreira, A.R.; Micheo, G.L., 1989, Paratifosis aviaria causada por salmonelas
inmóviles (4,12:-) y móviles (Enteritidis y Typhimurium). Rev.
Arg. Prod. Anim., 9, 5: 393-399.
25. Sandoval, V. E.; Terzolo, H.R.;
Moreira, A. R.; Micheo, G.L.; Eiguer, T.; Caffer, M. I.; Fronchkowsky, B, 1989,
Paratifosis causada por Salmonella Serovar Enteritidis en Argentina. Rev. Arg. Prod. Anim., 9, 4: 295-308.
26. Shivaprasad, H. L., 2000, Fowl typhoid and pullorum disease. Rev. Sci.
Tech. Off. Int. Epiz., 19, 2: 405-424.
27. Snoeyenbos, G.H., Pullorum disease, En: Diseases of poultry, (Ed.: Calnek,
B.W.), 9º ed, Wolfe Publishing Ltd., USA, 1991.
28. Stavric, S., 1992, Defined cultures and prospects. Int. J.
Food Microbiol. 15: 245-263.
29. Terzolo, H. R. ; Zoratti de
Verona, A.; d´Empaire, M.; Furowicz, A. J. J., 1977, Hallazgo en aves de Escherichia
coli con antígenos comunes con el género Salmonella. Rev. Asoc. Arg. Microbiol., 9, 1: 4-10.
30. Williams Smith, H., 1956, The use of live vaccines in experimental Salmonella
Gallinarum infection in chickens with observations on their interference
effect. J. Hyg., 54: 419-432.
31. Yuño, M. M.; Terzolo, H. R.;
Fernández, H. D.; Malena, R. C.; Altuna, M. E., 1995, Evaluación de medios de
cultivo selectivos para el aislamiento de Salmonella en producción
avícola. Revista Argentina de Microbiología, 27: 57-69.
Volver a: Otras
Producciones > Producción Aviar